黏蛋白（mucin，MUC）家族是一类大分子糖蛋白，有21个家族成员，可分为跨膜型和分泌型2种类型^［1-2］。MUC家族多个成员的异常表达与癌症和炎症性疾病相关，例如MUC13、MUC17的表达上调与胃癌和胰腺癌的发生有关^［3-4］，MUC13基因敲除可以使肠上皮细胞凋亡增加从而促进肠道炎症的发生^［5-6］。MUC1基因位于1号染色体q22区域，转录为单一的mRNA，翻译产生的肽链在内质网中被水解为N末端亚基（MUC1-N）和C末端亚基（MUC1-C），两者通过非共价键连接形成MUC1蛋白^［7-8］。MUC1-N包含数目可变串联重复序列（variable number of tandem repeats，VNTR）区和部分海胆精子蛋白-肠激酶-聚集蛋白（sperm protein-enterokinase-agarin，SEA）结构域；其中，VNTR区域富含丝氨酸（serine，Ser）、苏氨酸（threonine，Thr）和脯氨酸（proline，Pro），是发生O-连接N-乙酰半乳糖胺（GalNAc）修饰的位点；SEA结构域中的GSVVV基序是MUC1被水解为2个亚基的关键位点^［9-10］。MUC1-C由胞外段（extracellular domain，ED）、跨膜段（transmembrane domain，TM）及胞内段（cytoplasmic domain，CD）组成^［11］。MUC1-CD含有7个酪氨酸（tyrosine，Tyr），可以参与多种激酶信号通路^［12］；MUC1-CD头部含CQC（半胱氨酸-谷氨酰胺-半胱氨酸）基序，是MUC1形成同源二聚体并行使生物学功能所必需^［13-14］。MUC1在组织器官中广泛分布，主要包括消化道、生殖管道、呼吸系统，以及各种腺体的管腔上皮细胞表面。正常情况下，MUC1与MUC家族其他成员一起形成黏液层，润滑并保护上皮细胞免受环境因素的刺激^［15-16］；在肿瘤组织中，MUC1丧失极性分布并过度表达，其蛋白水平可达到正常水平的50~100倍^［17］。此外，MUC1侧链被高度唾液酸化，阻止糖链的进一步延伸，从而暴露配体结合域并增强致癌信号^［18］。因此，MUC1的胞外抗原CA15-3^［19］和CA19-9^［20］已作为乳腺癌和胰腺癌诊断的临床标志物。

MUC1，特别是MUC1-C，在肿瘤中参与多种信号通路的异常转导，调控肿瘤细胞增殖、转移、凋亡、干性维持及化学治疗耐药等恶性特征^［21］，但是MUC1参与肿瘤各种恶性特征调控的基序并不完全清楚。过往研究主要聚焦于MUC1过表达与肿瘤的关系，关于MUC1的基因突变研究仅限于由VNTR区AG缺失导致的移码突变，进而引发的常染色体显性遗传肾小管间质性肾病（autosomal dominant tubulointerstitial kidney disease，ADTKD）^［22-23］。目前尚无研究对肿瘤中MUC1的错义突变及功能进行分析。为了研究MUC1蛋白参与肿瘤恶性特征调控的功能基序，我们通过癌症基因组图谱（The Cancer Genome Atlas，TCGA）数据库分析，寻找MUC1在不同癌症中的突变位点；并选择突变频率较高且稳定表达的突变体，研究它们对肿瘤细胞增殖、迁移、干性维持的影响，以探究MUC1不同位点的功能。

人类三阴性乳腺癌细胞BT549、人乳腺上皮细胞MCF-10A、人胚胎肾细胞HEK293T均购自中科院上海生命科学研究院细胞资源中心。3种细胞均经细胞系遗传背景鉴定［即短串联重复序列（STR）鉴定，由上海翼和应用生物技术有限公司完成］，且无支原体污染。BT549 MUC1敲除（gMUC1）细胞系与对照组（gCtrl）细胞系来自本实验室前期已构建细胞^［24］。质粒pMD2.G、psPAX2来自Addgene，质粒pIRES-puro2、pENTR-1A、pInducer-20均来自上海交通大学医学院DNA文库。

高糖DMEM培养基、RPMI-1640培养基、DMEM-F12培养基、牛血清白蛋白（BSA）、霍乱毒素（cholera toxin，CTX）购自上海源培生物科技股份有限公司，限制性内切酶Bsu36Ⅰ、NotⅠ购自美国BioLabs公司，T4连接酶购自南京诺唯赞生物科技股份有限公司，Gateway™ LR Clonase™ Ⅱ酶混合物购自美国Thermo Fisher Scientific公司，质粒快速小抽试剂盒购自天根生化科技（北京）有限公司，十二烷基硫酸钠-聚丙烯酰胺凝胶电泳（SDS-PAGE）预制胶、胰蛋白酶、青霉素-链霉素双抗和Nano293T转染试剂购自苏州新赛美生物公司，聚凝胺（polybrene）购自美国Sigma-Aldrich公司，胎牛血清（fetal bovine serum，FBS）、B-27无血清添加剂购自美国Gibco公司，马血清购自美国Biological Industries公司，表皮生长因子（epidermal growth factor，EGF）、碱性成纤维细胞生长因子（basic fibroblast growth factor，b-FGF）购自美国PeproTech公司，胰岛素购自北京兰博利德生物技术有限公司，结晶紫、DAPI染色液购自上海碧云天生物技术有限公司，氢化可的松（hydrocortisone）、细胞计数试剂盒（CCK-8）购自上海陶素生化科技有限公司，抗MUC1-N抗体购自美国Sigma-Aldrich公司，抗MUC1-C抗体购自美国Selleck公司，抗β-肌动蛋白（β-actin）抗体购自美国CST公司，辣根过氧化物酶（horseradish peroxidase，HRP）-羊抗兔二抗、HRP-羊抗鼠二抗购自上海Abmart公司，Texas-Red-羊抗兔二抗购自美国Jackson公司。

超微量分光光度计（ND8000LAPTOP，美国Thermo Fisher Scientific），Azure Biosystems化学发光成像系统（C300，美国Azure），倒置显微镜（Eclipse Ts2R-FL，日本Nikon），共聚焦显微镜（TCS SP8 X，德国Leica），酶标仪（Multiskan™ FC，美国Thermo Fisher Scientific）。

通过TCGA数据库（https：//www.cbioportal.org/），查找不同肿瘤患者样本中MUC1的突变位点，分析各突变位点的来源、频率及定位。

BT549细胞用含1%双抗和10% FBS的RPMI-1640完全培养基培养；MCF-10A细胞培养基配方为25 mg/mL胰岛素10 μL、100 μg/mL EGF 10 μL、5 mg/mL氢化可的松5 mL、1 mg/mL CTX 5 mL、马血清2.5 mL，DMEM-F12培养基补足至50 mL；HEK293T细胞用含1%双抗和10% FBS的高糖DMEM完全培养基培养。细胞均在含有5% CO₂的培养箱中37 ℃恒温培养。

根据数据库检索到的MUC1突变位点，设计对应的引物（表1）。以pIRES-puro2-MUC1-WT^［25］为模板通过聚合酶链反应（polymerase chain reaction，PCR）构建MUC1定点突变质粒，即pIRES-puro2-MUC1-AQA/S251R/N271S/V359I/P418S/N465H（pIRES-puro2-MUC1-mutants），其中，MUC1-AQA为MUC1-CQC功能丧失的突变体，此处作为阴性对照^［26-27］。PCR反应程序：94 ℃ 4 min；94 ℃ 30 s，62 ℃ 30 s，72 ℃ 1 min，30个循环；72 ℃ 5 min。将以上构建的突变质粒经过Bsu36Ⅰ、NotⅠ酶切连接至pENTR-1A质粒中，然后采用Gateway重组方法构建pInducer-MUC1-WT/AQA/S251R/N271S/V359I/P418S/N465H（pInducer-MUC1-WT/mutants）质粒。

① 病毒包装：HEK293T细胞培养至汇合度为60%~70%时，以1∶3∶4的比例，加入pMD2.G质粒、psPAX2质粒及pInducer-vector或pInducer-MUC1-WT/MUC1-mutants质粒体系，并用Nano293T转染试剂转染，于培养箱中分别培养48 h和72 h后，用20 mL注射器吸取病毒上清液。上清液经孔径0.45 μm滤头过滤后，保存于-80 ℃。② 病毒感染：采用BT549 gMUC1细胞系^［24］及MCF-10A细胞系，待上述细胞长至30%~40%汇合度时，进行病毒感染，病毒感染体系为4 mL无双抗的完全培养基、1 mL病毒液和4 μL polybrene（终浓度8 μg/mL），感染4~6 h后换液，继续培养48 h后按一定比例传代，并加入抗性筛选药物G418（终浓度50 μg/mL），筛选7 d后，加入多西环素（doxycycline，DOX）处理48 h诱导MUC1的表达并收集混合克隆细胞检测蛋白表达。

通过胰蛋白酶消化收集细胞，并用含蛋白酶抑制剂（1∶100）的NETN150裂解液裂解细胞，超声破碎。通过Quick Start Bradford试剂对蛋白质进行定量，SDS-PAGE分离蛋白质并转移至硝酸纤维素膜。在室温下用5%脱脂牛奶封闭1 h后，将膜依次与抗MUC1-N一抗、抗MUC1-C一抗在4 ℃下孵育过夜；在室温下加入HRP-二抗孵育30 min，采用化学发光法检测。

先将灭菌的圆形盖玻片置入6孔板中，然后每孔加入3×10⁴个细胞，培养箱中培养过夜。次日，PBS洗净后加入4%多聚甲醛，室温固定10 min。PBS洗净后加入0.1% Triton X-100处理10 min，PBS洗净后加入含5%山羊血清的BSA，室温封闭1 h。PBS洗净后加入抗MUC1-C一抗，4 ℃孵育过夜。PBS洗净后加入按比例稀释带有Texas-Red荧光标记的二抗，避光37 ℃孵育2 h。PBS洗净后吸去盖玻片上多余水分，将有细胞附着的一面朝下贴在滴加DAPI的载玻片上，室温孵育10 min，指甲油封片。随后使用激光共聚焦显微镜进行荧光拍照。

细胞接种于96孔板中（BT549细胞1 500个/孔，MCF-10A细胞1 000个/孔），使用CCK-8法测定细胞活力，按试剂盒说明书操作。酶标仪测量450 nm波长处的吸光度。

细胞接种于6孔板中（1 000个/孔），加入含10% FBS的培养基培养5~9 d，直至形成肉眼可见的细胞克隆。然后采用4%多聚甲醛固定30 min，并以0.1%结晶紫染色1 h，扫描仪成像拍照。

按照1×10⁶个/孔将细胞接种于6孔板，采用含10% FBS的培养基培养。次日待细胞达到100%汇合度后，用200 μL的枪头进行划线。然后更换为无血清培养基，分别在初始和培养48 h后，采用显微镜拍摄同一视野下细胞的迁移照片。细胞迁移率=（初始宽度－48 h宽度）/初始宽度×100%。

将细胞接种于Transwell上室（BT549细胞2×10⁴个/孔，MCF-10A细胞7×10⁴个/孔），并置于24孔板中。其中上室加入不含或减血清的培养基，下室加入含有10% FBS的完全培养基。细胞培养24 h后，将下室细胞用4%多聚甲醛固定30 min，并以0.1%结晶紫染色1 h，擦去上室细胞后在显微镜下拍照并统计细胞数量。

将细胞接种于超低吸附的24孔板中（BT549细胞2 000个/孔，MCF-10A细胞7 000个/孔）。细胞成球实验采用无血清的DMEM-F12培养基，含0.4% BSA、20 ng/mL EGF、20 ng/mL b-FGF、50 μg/mL胰岛素和1×B-27。细胞培养7 d后，在显微镜下对微球体（直径>50 μm）进行计数。

应用PyMOL软件（v2.5.4）对MUC1突变体的SEA结构进行分析，使用ZDOCK Server（https：//zdock.umassmed.edu/）对MUC1与表皮生长因子受体（epidermal growth factor receptor，EGFR）胞外域（extracellular domain，ECD）进行分子对接分析，并通过PDBePISA软件（v1.52）分析分子结合的吉布斯自由能。

所有统计分析均应用GraphPad Prism 8.0软件。定量资料采用x±s表示，实验重复3次，组间比较采用t检验。P<0.05表示差异有统计学意义。

首先利用TCGA数据库查找MUC1基因突变位点，结果显示MUC1突变较多的肿瘤包括结直肠腺癌、子宫内膜癌、胃癌、皮肤黑色素瘤、肺腺癌、浸润性乳腺癌等（图1A）。随后，对MUC1蛋白功能域中的突变进行了分析，其中MUC1-N以VNTR为界将前后分别定义为N1和N2区段（图1B）。最终得到的102个突变位点中，28个位于N1段，6个位于VNTR段，21个位于N2段，17个位于SEA段，5个位于ED段，7个位于TM段，18个位于CD段（图1C）。进一步对突变位点出现频率进行分析，统计了出现频率≥1.95%的突变，共14个（图1D）。将这14个突变按照出现频率从高到低排序，并综合考虑以下因素：突变频率较高且位于非VNTR区，优先选择MUC1-C区或易发生糖基化的位点。最终选择5个错义突变P418S、S251R、V359I、N271S及N465H用于进一步研究（表2）。

结果如图2所示。首先，我们构建了AQA、S251R、N271S、V359I、P418S及N465H的表达载体。此处以MUC1-AQA作为阴性对照，野生型MUC1（MUC1-WT）作为阳性对照。在HEK293T细胞中导入上述载体，Western blotting结果表明：S251R、N271S、V359I突变体的MUC1-N及MUC1-C亚基的蛋白水平与野生型相当，而P418S和N465H突变体的蛋白水平较低（图2A、B）。

为了研究MUC1突变体在肿瘤细胞中的表达情况，利用三阴性乳腺癌BT549细胞系，敲除MUC1后分别回转MUC1-WT及各突变体并对其表达水平进行检测。结果发现S251R、N271S、V359I突变体MUC1-N及MUC1-C的蛋白水平与野生型相似（图2C、D），MUC1-AQA一定程度上降低了MUC1-N的表达，但MUC1-C的蛋白表达水平较高。进一步在人正常乳腺上皮细胞系MCF-10A中验证S251R、N271S和V359I突变体MUC1-N及MUC1-C的蛋白表达水平，结果可见表达水平与野生型类似（图2E、F）。因此，将S251R、N271S、V359I 3种突变用于后续功能研究。

进一步利用BT549和MCF-10A细胞系对MUC1及其突变体的细胞定位进行分析。免疫荧光结果显示，在2种细胞系中，MUC1-WT及各突变体主要分布在细胞质中，同时细胞核中也存在一定的分布（图3A、B）。与野生型相比，各突变体核质比例无明显差异，提示这3种突变对MUC1的细胞定位无明显影响（图3C、D）。

利用BT549和MCF-10A细胞系进一步研究突变体对细胞增殖能力的影响。CCK-8结果显示，BT549细胞中，与gCtrl细胞相比，MUC1敲除（gMUC1细胞）显著降低细胞的增殖能力。之后在gMUC1细胞中，分别回补空载体（Vector）、MUC1-WT及各突变体；与Vector相比，MUC1-WT可增强细胞的增殖能力；相较MUC1-WT细胞，MUC1-AQA、S251R和N271S细胞增殖能力显著降低；而MUC1-V359I细胞具有与MUC1-WT细胞相似的增殖能力（图4A）。与CCK-8检测结果一致，MUC1-WT细胞和V359I细胞克隆形成数无明显差异，而MUC1-AQA、S251R、N271S细胞克隆形成率显著降低（图4C、D）。

在MCF-10A细胞中，也观察到类似的结果。相比空载对照组（Vector），MUC1-WT细胞增殖能力增强；相比MUC1-WT细胞，MUC1-AQA、S251R和N271S细胞增殖水平和克隆形成率均显著降低；而MUC1-V359I细胞与MUC1-WT细胞增殖能力和克隆形成能力相似（图4B、E、F）。

以上结果提示，MUC1的S251R和N271S突变体在不同程度上破坏了MUC1促细胞增殖的功能，而MUC1-V359I则与MUC1-WT类似，仍有促进细胞增殖的作用。

为了研究不同MUC1突变体对细胞迁移能力的影响，对表达MUC1不同突变体的细胞系进行细胞划痕实验及Transwell实验（图5）。结果显示，在BT549细胞中，敲除MUC1（gMUC1）细胞与gCtrl细胞相比，迁移能力显著降低。之后在gMUC1细胞中分别回补空载体（Vector）、MUC1-WT及各突变体，MUC1-WT细胞相比Vector细胞迁移能力显著提高；与MUC1-WT细胞相比，MUC1-AQA和N271S细胞的迁移能力显著降低，与MUC1敲除细胞和Vector细胞差异无统计学意义；而MUC1-S251R和V359I细胞与MUC1-WT细胞迁移能力相似，MUC1-S251R细胞的迁移能力在划痕实验中甚至高于MUC1-WT细胞。

在MCF-10A细胞中，相比空载对照（Vector）组，MUC1-WT细胞迁移能力增强；MUC1-AQA和S251R细胞迁移能力较MUC1-WT细胞显著减弱，而MUC1-N271S和V359I细胞迁移能力在划痕实验中与MUC1-WT细胞无明显差异，在Transwell实验中有略微降低的趋势，但总体迁移能力仍高于Vector细胞。

以上结果说明，V359I突变体基本保留了MUC1促肿瘤细胞迁移的功能，而S251R和N271S突变体在不同细胞中对细胞迁移能力的影响存在差异。

为了检测MUC1突变体对细胞干性的影响，利用细胞成球实验对表达不同MUC1突变体的细胞进行分析。结果显示，在BT549细胞中，gMUC1细胞与gCtrl细胞相比，细胞的成球能力显著降低；在gMUC1细胞中分别回补空载体（Vector）、MUC1-WT及各突变体后，MUC1-WT细胞相比Vector细胞的成球能力显著提升。MUC1-N271S、V359I细胞与MUC1-WT细胞的成球能力相似，而MUC1-AQA和S251R细胞成球能力下降（图6A、B）。在MCF-10A细胞中得到了相似的结果（图6C、D）。这些结果提示，MUC1-S251R突变体丧失了维持细胞干性的能力，MUC1-N271S和V359I突变体仍保留了维持细胞干性的能力。

为了进一步探究突变影响MUC1功能的可能机制，应用PyMOL软件对已被完全解析的SEA功能域及附近（第261~371个氨基酸）的突变位点进行定位分析（图7A），结果显示N271位于loop区，V359位于β-折叠处。应用ZDOCK Server对MUC1-WT及S251R、N271S、V359I突变体胞外段（第208~365个氨基酸）与EGFR胞外域（ECD；第25~645个氨基酸）进行分子模拟对接，并通过PDBePISA软件以吉布斯自由能的变化量评估两者形成复合物的稳定性。结果显示，MUC1-WT与EGFR-ECD结合的吉布斯自由能变化量为-85.4 kJ/mol，MUC1-S251R、N271S、V359I与EGFR-ECD结合的吉布斯自由能变化量分别为-39.3、-51.9、-93.3 kJ/mol（图7B~E）。根据吉布斯自由能变化量，MUC1-WT及突变体与EGFR-ECD形成复合体的稳定性排序为V359I>WT>N271S>S251R。

有研究在微卫星不稳定（microsatellite instability，MSI）型结直肠癌中发现MUC1同家族成员MUC4存在VNTR异常扩增^［28］，提示黏蛋白遗传变异可能在癌症发生中发挥一定的作用。另外，也有研究发现MUC1剪接变异（splice variants，SVs），即在基因的不同位置剪接后可产生不同的蛋白质异构体，与癌症病理、炎症性疾病和免疫调节有关。如MUC1基因外显子2中的第3506位A/G单核苷酸多态性（single nucleotide polymorphism，SNP）可以调节内含子1中的3′剪接位点的选择，并产生不同的MUC1短亚型蛋白^［29］，进而促进肿瘤形成；说明MUC1突变不仅对基因产物的多样性具有潜在影响，还可参与癌症进展。为了研究MUC1参与肿瘤各种恶性特征调控的功能基序，本研究利用TCGA数据库对肿瘤样本中MUC1突变位点进行统计定位，共获得102个编码区突变。数据分析发现83% MUC1突变为点突变，包括错义突变和无义突变，但也存在剪接、插入和缺失，MUC1突变的产生可能是由于不准确的DNA复制过程和遗传物质的化学损伤导致的SNP或错配修复机制缺陷（mismatch repair，MMR）。

已知癌症的发生是肿瘤细胞中驱动基因突变的结果，在癌症发展中被正向选择^［30］。癌症的驱动基因突变通常表现为在不同肿瘤中反复出现，因此也作为肿瘤的生物标志物和治疗靶点^［31］。基于此，本研究对MUC1突变体筛选主要考虑3个因素：第一，突变频率；MUC1-S251R、N271S、V359I、P418S、N465H 5个突变的频率较高，均≥1.95%。第二，突变位置；选择非VNTR区便于聚焦MUC1非重复序列的功能域研究。第三，蛋白水平；由于MUC1为癌蛋白，我们主要关注功能获得性突变，因此选择了MUC1稳定表达的突变体进行功能研究，即MUC1-S251R、N271S、V359I。

MUC1是高度糖基化的蛋白，除了主要发生在VNTR多肽链的Ser/Thr连接的O-GalNAc聚糖外，还有与5个天冬酰胺（asparagine，Asn）残基连接的N-聚糖，其中4个Asn位于N2，1个位于ED^［32］。而MUC1胞外结构域糖基化在肿瘤中发生改变，可以形成独特的糖抗原，称为肿瘤相关糖类抗原（tumor-associated carbone antigen，TACA）；TACA是抗肿瘤治疗的理想靶标^［7］。本研究中MUC1-S251R和N271S突变分别发生在可被糖基化的Ser和Asn残基上，突变后可能对TACA产生不同的影响。此外，MUC1-P418S、N465H突变位于MUC1-CD，2种MUC1突变体的蛋白水平均降低，提示这2个突变位点可能影响MUC1蛋白的降解途径。已有研究表明，MUC1-C可以由整合素连接激酶（integrin-linked kinase，ILK）、E3泛素连接酶过氧化物酶体增殖物激活受体γ（peroxisome proliferator-activated receptor γ，PPAR-γ）^［33］和含WW域E3泛素连接酶1（WW domain containing E3 ubiquitin protein ligase 1，WWP1）^［34］介导的蛋白酶体途径调控其稳定性；因此推测这2个突变位点可能通过调控蛋白水平动态修饰机制来实现MUC1蛋白的降解，但相关机制还有待进一步研究。

本研究进一步利用MUC1-S251R、N271S、V359I突变体稳转细胞系，分析MUC1突变体的细胞定位，发现核质比在MUC1-WT和突变体之间无显著差异，提示这些突变可能并未影响MUC1的核质定位。鉴于MUC1在肿瘤生长、转移和干性中的调控作用，我们研究了MUC1突变体对细胞增殖、迁移、干性的影响。结果显示V359I突变并未影响MUC1对细胞的增殖、迁移、干性等的调控功能；而MUC1-S251R和N271S突变降低了细胞的增殖能力，但在不同细胞系中显示出不同的迁移能力，提示该2个位点有可能参与细胞增殖和迁移的信号通路调控，但在细胞迁移能力的调控中还受到细胞中其他蛋白的影响。上述结果说明MUC1的不同位点参与了肿瘤不同的恶性特征调控，MUC1-S251为调控细胞增殖、迁移及干性所必需；而N271可能参与调控细胞增殖和迁移。我们并未发现表达3种突变体细胞存在明显高于MUC1-WT细胞的肿瘤生物学功能，后续将进一步从MUC1结合蛋白出发，研究这些突变对相关信号通路的影响。

为了初步分析突变影响MUC1功能的可能机制，我们从MUC1突变结构定位和模拟分子对接方面进行了探究。现有MUC1蛋白结构仅SEA及附近区域被完全解析，对该区域内的突变进行定位，发现N271、V359分别位于loop区及β-折叠处。已有研究^［35］揭示了氨基酸单点突变对于调控β折叠组装结构的重要作用，强调了氨基酸残基突变可能导致蛋白质高级结构的全局变化。因此，推测该区域位点的突变，特别是β-折叠处的突变，可能影响MUC1蛋白质结构^［36］。又由于SEA区域内的GSVVV基序是MUC1多肽链被切割为2个肽段，即MUC1-N和MUC1-C的关键区域^［37］，因此该区域及附近的突变可能影响MUC1翻译后水解或共价连接过程，进而可能进一步影响MUC1-C端的下游信号转导途径。此外，通过分子对接分析发现3个突变体与EGFR形成复合物的稳定性不同，V359I突变体和WT类似，与EGFR的结合较稳定；而N271S与S251R突变体和EGFR形成复合物的稳定性较差。有文献^［38］报道，肿瘤中MUC1过表达可以通过胞外结构域与EGFR相结合，从而参与EGFR的活化并持续激活致癌信号通路促进肿瘤的生长。我们发现V359I突变不影响肿瘤细胞的增殖能力，而MUC1-S251R和N271S突变抑制了细胞的增殖，提示MUC1及突变体可能通过调控EGFR下游信号通路途径对细胞增殖能力产生影响。

综上所述，本研究结合大数据筛选和实验研究，对肿瘤患者中MUC1不同位点错义突变进行分析，揭示了MUC1不同功能部位调控不同肿瘤恶性表型的现象，为后续进一步研究MUC1的致瘤机制打下基础，也为靶向MUC1治疗提供新思路。